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提高刺激频率使肌肉收缩发生融合时,为什么收缩幅度会不断增加?
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肌肉收缩主要是由于钙离子进入肌细胞内,引起细胞内钙离子浓度增加,钙离子与肌动蛋白结合,使其构象发生变化,牵引原肌球蛋白离开肌动蛋白与横桥的结合位点,横桥再与肌动蛋白结合,引起横桥上ATP酶活性激活,分解ATP释放能量,使得横桥牵引细肌丝向粗肌丝方向移动,肌小节长度变短,肌肉收缩.然后,钙离子通过细胞内肌质网上的钙泵,将胞浆内的钙离子泵入肌质网内.所以,提高刺激频率,即刺激时间间隔短,上一次细胞内的钙离子还没来得及泵入肌质网内,又有新的钙离子进入细胞内,使得细胞内的钙离子浓度越来越大,与之结合的肌钙蛋白也就越多,引起的肌肉收缩幅度也就越大.总之,是细胞内的钙离子浓度增加的缘故
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生理学实验指导
实验目录： 实验 1 制备坐骨神经腓肠肌标本 实验 2 不同刺激强度和频率对骨骼肌收缩的影响 实验 3 神经干动作电位及其传导速度的测定 实验 4 神经兴奋性不应期的测定 实验 5 刺激强度-时间曲线 实验 6 ABO 血型鉴定 实验 7 出血时间和凝血时间的测定 实验 8 血液凝固及影响血液凝固的因素 实验 9 蛙心起搏点 实验 10 蛙心期前收缩和代偿间歇 实验 11 某些因素对离体蟾蜍心脏的影响 实验 12 人体心音听诊 实验 13 人体动脉血压的测定 实验 14 容积导体在心电图描记中的作用 实验 15 人体心电图的描记和分析 实验 16 减压神经放电 实验 17 心血管活动的神经体液调节 实验 18 胸内压的测量和气胸的观察 实验 19 呼吸运动的调节 实验 20 膈神经放电 实验 21 消化道平滑肌的生理特性 实验 22 胃肠运动的观察 实验 23 基础代谢测定实验 实验 24 小鼠能量代谢的测定 实验 25 影响尿生成的因素 实验 26 视敏度测定 实验 27 视野测定 实验 28 盲点测试 实验 29 视觉调节反射和瞳孔对光反射 实验 30 声音的传导途径 实验 31 动物一侧迷路破坏的效应 实验 32 反射弧的分析 实验 33 去大脑僵直 实验 34 大脑皮层运动机能定位 实验 35 小脑受伤动物运动功能障碍的观察 实验 36 大脑皮层诱发电位实验 1 制备坐骨神经腓肠肌标本 【目的和原理】 蛙类的一些基本生命活动规律与温血动物相似， 而维持其离体组织正常活动所需的理化条件 比较简单，易于建立和控制。因此，在实验中常用蟾蜍或蛙的坐骨神经腓肠肌标本来观察兴 奋与兴奋性、刺激与肌肉收缩等基本生命现象和过程。故制备坐骨神经腓肠肌标本（sciaticnerve-gastrocnemius muscle specimen）是机能学实验中必须掌握的一项基本技术。本实验要 求掌握制备坐骨神经腓肠肌标本的技能，并获得兴奋性良好的标本。 【实验材料】 蟾蜍或蛙；蛙板、玻璃分针、普通剪刀、手术剪、镊子、探针、玻璃分针、蛙钉、瓷盘、滴 管、培养皿、锌铜弓；任氏液（Ringer’s solution） 。 【实验步骤】 标本制作方法： 1.破坏脑和脊髓 取蟾蜍一只，用自来水冲洗干净。左手握住蟾蜍，用食指按压其头 部前端，拇指按压背部，右手持探针于枕骨大孔处垂直刺入，然后向前通过枕骨大孔刺入颅 腔，左右搅动充分捣毁脑组织。然后将探针抽回至进针处，再向后刺入脊椎管，反复提插捣 毁脊髓。此时如蟾蜍四肢松软，呼吸消失，表明脑和脊髓已完全破坏，否则应按上法反复进 行。 2.剪除躯干上部及内脏 在骶骼关节水平以上 1～2cm 处剪断脊柱，左手握住蟾蜍后肢，用 拇指压住骶骨，使蟾蜍头与内脏自然下垂，右手持普通剪刀，沿脊柱两侧剪除一切内脏及头 胸部，留下后肢、骶骨、脊柱以及紧贴于脊柱两侧的坐骨神经。剪除过程中注意勿损伤坐骨 神经。 3.剥皮 左手握紧脊柱断端（注意不要握住或压迫神经） ，右手握住其上的皮肤边缘，用力 向下剥掉全部后肢的皮肤。把标本放在盛有任氏液的培养皿中。将手及用过的剪刀、镊子等 全部手术器械洗净，再进行下面步骤。 4.分离两腿 用镊子夹住脊柱将标本提起，背面朝上，剪去向上突起的尾骨（注意勿损伤 坐骨神经） 。然后沿正中线用剪刀将脊柱和耻骨联合中央劈开两侧大腿，并完全分离，注意 保护脊柱两侧灰白色的神经。将两条腿浸入盛有任氏液的培养皿中。图 1 坐骨神经腓肠肌标本 5.制作坐骨神经腓肠肌标本 取一条腿放置于蛙板上或置于蛙板上的小块玻璃板上。 （1）游离坐骨神经 将腿标本腹面朝上放置(如图 1)。用玻璃分针沿脊柱旁游离坐骨神经， 并于近脊柱处穿线结扎神经。再将标本背面朝上放置，把梨状肌及其附近的结缔组织剪去。 循坐骨神经沟（股二头肌与半膜肌之间的裂缝处） ，找出坐骨神经的大腿段。用玻璃分针仔 细剥离，然后从脊柱根部将坐骨神经剪断，手执结扎神经的线将神经轻轻提起，剪断坐骨神 经的所有分支，并将神经一直游离至N窝。 （2）完成坐骨神经小腿标本 将游离干净的坐骨神经搭于腓肠肌上，在膝关节周围剪掉全 部大腿肌肉，并用普通剪刀将股骨刮干净。然后从股骨中部剪去上段股骨，保留的部分就是 坐骨神经小腿标本。 （3）完成坐骨神经腓肠肌标本 将上述坐骨神经小腿标本在跟腱处穿线结扎后，于结扎 处远端剪断跟腱。游离腓肠肌至膝关节处，然后从膝关节处将小腿其余部分剪掉，这样就制 得一个具有附着在股骨上的腓肠肌并带有支配腓肠肌的坐骨神经的标本。 6.检查标本兴奋性 用经任氏液湿润的锌铜弓轻轻接触一下坐骨神经，如腓肠肌发生迅速而明显的收缩，则表明标本的兴奋性良好，即可将标本放在盛有任氏液的培养皿中，以备实 验用。若无锌铜弓，亦可用中等强度单个电刺激测试神经肌肉标本的兴奋性。 【注意事项】 1.操作过程中，勿污染、压榨、损伤、过度牵拉神经和肌肉。 2.经常给神经肌肉上滴加任氏液，防止表面干燥，以保持其正常兴奋性。 【思考题】 制备的坐骨神经腓肠肌标本兴奋性如何？有哪些操作体会？ 实验 2 不同刺激强度和频率对骨骼肌收缩的影响 【目的和原理】 一条坐骨神经干是由许多兴奋性不同的神经纤维所组成的。保持足够的刺激时间不变， 刚好能引起其中兴奋性较高的神经纤维产生兴奋， 表现为受这些神经纤维支配的肌纤维发生 收缩，此时的刺激强度即为这些神经纤维的阈强度(threshold intensity)，具有此强度的刺激 叫阈刺激(threshold stimulus)。随着刺激强度的不断增加，有较多的神经纤维兴奋，肌肉的收 缩反应也相应逐步增大， 强度超过阈值的刺激叫阈上刺激。 当阈上刺激强度增大到某一值时， 神经中所有纤维均产生兴奋，此时肌肉做最大的收缩。再继续增强刺激强度，肌肉收缩反应 不再继续增大。这种能使肌肉发生最大收缩反应的最小刺激强度称为最适强度 (optimal intensity)。具有最适强度的刺激称为最大刺激(maximal stimulus)。可见在一定范围内，骨骼 肌收缩力的大小决定于刺激的强度。 不同频率的电脉冲刺激神经时， 肌肉会产生不同的收缩 反应。若刺激频率较低，每次刺激的时间间隔超过肌肉单次收缩的持续时间，则肌肉的反应 表现为一连串的单收缩(twitch)；若刺激频率逐渐增加，刺激间隔逐渐缩短，肌肉收缩的反 应可以融合，开始表现为不完全强直收缩(incomplete tetanus)，以后成为完全强直收缩 (complete tetanus)。本实验目的在于观察刺激强度和肌肉收缩力量及刺激频率和肌肉收缩形 式之间的关系，从而认识机体在自然状态下骨骼肌的收缩形式及其生理意义。 【实验材料】 蟾蜍或蛙；蛙类手术器械、SMUP-PC 生理信号处理系统、肌动器（肌槽） 、张力换能器； 任氏液。 【实验步骤】 l.制备坐骨神经腓肠肌标本，在任氏液中浸泡 10～15 分钟。 2.实验装置 坐骨神经-腓肠肌标本的股骨固定于肌槽插孔中。坐骨神经放置在刺激电极 上，将腓肠肌肌腱上的丝线系于张力换能器（全量程 100 克或 50 克）的着力点上，调节肌 槽与换能器之间的位置和距离，使丝线垂直、松紧度合适，并令肌肉处于自然拉长的长度。图 2-1 仪器连接示意图 按图 2-1 连接实验装置，打开微机、四路放大器的电源开关，指示灯亮，在菜单条目中选择“骨骼肌单收缩与复合收缩”程序，打开信号处理系统主界面，点击显示屏上快捷方式图标 （也可运行中设置直接进行处理系统程序） 。肌肉收缩信号由压力放大通道输入处理系统。 四路放大器 D/A-1 或 D/A-2 输出接刺激电极， D/A-1 或 D/A-2 的输出幅度， 由电位器顺时针 方向调节，强度在 1～5V 的范围内连续可调，也可由主界面右侧灰色三角按钮调整各项参 数，上下三角表示设置量的增大或减小，数值由三角旁的数值框显示。 【结果整理及分析】 程序参数设置如下： 扫描控制 触发扫描；扫描速度调节由“ 《”或“》 ”改变 X 轴的坐标时间。 一般 0.4s/Div～ 0.8s/Div。 刺激器控制 根据需要设置前延时，脉冲宽度为 0.1～0.3ms、调节脉冲强度、刺激时间。 1.不同刺激强度对腓肠肌收缩的影响 按键盘空格键或单击“刺激”按钮，刺激脉冲输出， 屏幕显示收缩曲线，改变脉冲强度，观察不同刺激强度对肌肉收缩力量之间的关系。 （1）确定本组所制备标本产生兴奋收缩所需阈强度，并辨认肌肉收缩的三个时期。肌肉兴 奋的外在表现是收缩。肌肉收缩有两种形式，一种为等长收缩，另一种为等张收缩。给活着 的肌肉一个短暂的有效刺激，肌肉将发生一次（等张或等长）收缩，此称为单收缩。单收缩 的全过程以分为潜伏期、 收缩期和舒张期。 其具体时间和收缩幅度可因不同动物和不同肌肉 及肌肉当时的机能状态的不同而各不相同。蟾蜍腓肠肌的单收缩共历时约 0.12 秒，其中潜 伏期 0.01 秒，收缩期 0.05，舒张期 0.O6 秒。 （2）逐渐增大脉冲强度，观察刺激强度与肌肉收缩力量之间的关系。找到最适强度和最大 刺激。 2.不同刺激频率对腓肠肌收缩的影响 将刺激强度固定在最适强度，调整频率、刺激时间，给肌肉相继两个有效刺激，且使两个刺 激的间隔时间小于该肌肉单收缩的总时程， 则引起肌肉的收缩可以总和起来， 出现一相继连 续的两个收缩，称此为复合收缩。当给肌肉一连串有效刺激时，可因刺激频率不同，肌肉呈 现不同的收缩形式。如果刺激频率很低，即相继两个刺激的间隔大于单收缩的总时程，肌肉 出现一连串的在收缩波形上彼此分开的单收缩。 若逐渐增大刺激频率， 使相继两个刺激的间 隔时间小于单收缩的总时程，而大于其收缩期，肌肉则呈现锯齿状收缩波形，此称为不完全 强直收缩。再增大刺激频率，使相继两个刺激的间隔时间小于单收缩的收缩期，肌肉将处于 完全的持续的收缩状态，看不出舒张期的痕迹，此称为完全强直收缩（如图 2-2） 。强直收 缩的幅度大于单收缩的幅度，并且在一定范围内，当刺激强度和作用时间不变时，肌肉的收 缩幅度随着刺激频率的增加而增高。在体骨骼肌的收缩都是强直收缩。图 2-2 骨骼肌单收缩和复合收缩曲线 ①单收缩；②不完全强直收缩；③完全强直收缩 【注意事项】 1.每次刺激后不管肌肉有无收缩，只要有刺激，都需要记录。如有肌肉收缩，则待肌肉 收缩完全恢复至基线后，再进行下一次刺激，使每次肌肉收缩的曲线起点均在同一水平上。 2.每两次刺激之间要让标本休息半分钟，并用任氏液湿润标本，以保持良好兴奋性。 【思考题】 1.骨骼肌的收缩与刺激强度之间的关系如何？2.为什么在达到最大刺激之前，骨骼肌收缩会随刺激强度的增加而增大幅度？ 3.为什么刺激频率增加时，肌肉收缩幅度也增大？ 4.如果刺激直接施加在肌肉上会出现什么现象？为什么？ 实验 3 神经干动作电位及其传导速度的测定 【目的和原理】 学习神经干（nerve trunk）复合动作电位的细胞外记录（extracellular potential recording） 方法，观察动作电位的一些特性。有生物活性的神经纤维具有一定的兴奋性，当受到足够强 度的刺激（stimulation）后，其膜电位会发生改变而产生动作电位，这是神经纤维兴奋 （excitation） 的标志。 在刺激时间一定的情况下， 刚好能引起神经纤维兴奋 （产生动作电位） 的最小刺激强度称为阈强度（threshold intensity） ，神经纤维的兴奋性高低与阈值之间具有反 变关系，即兴奋性=1/阈值。 将两个引导电极置于正常完整的神经干表面，当神经干一端受刺激兴奋后，兴奋波（动 作电位）会向未兴奋处传导，先后通过两个引导电极时，便可记录到两个方向相反的电位偏 转波形，此称为双相动作电位（diphasic action potential） 。神经干动作电位的传导，要求神 经在结构和功能上是完整的，如果将两个引导电极之间的神经组织损伤（或麻醉、低温处理 等） ，即破坏了神经结构上的连续性或功能上的完整性，可以阻滞动作电位的传导，兴奋波 只能通过第一个引导电极， 不能传导至第二个引导电极。 这样就只能记录到一个方向的电位 偏转波形，此称为单相动作电位（monophasic action potential） 。 单根神经纤维的动作电位具有“全或无”现象，而神经干是由许多粗细不等的有髓和无 髓神经纤维组成，故神经干动作电位（action potential）与单根神经纤维的动作电位不同， 它是一种由许多神经纤维动作电位合成的综合性电位变化， 是一种复合动作电位。 如果神经 兴奋性较高，扫描速度快，则可在显示器上出现 Aα 、Aβ 、Aγ 、Aδ 纤维的波形。另外， 本实验采用的是细胞外记录动作电位的方法，与细胞内记录也不同。所以，神经干动作电位 的幅度在一定范围内可随刺激强度的增加而增大。 动作电位的传导有一定速度（velocity） ，不同类型的神经纤维其传导速度（v）不同， 这与神经纤维的直径、 髓鞘的厚度及温度等有密切关系。 蛙类坐骨神经干中以 Aα 类纤维为 主，传导速度大约为 20～40m／s。测定动作电位在神经干上的传导距离（s）以及通过这段 距离所需要的时间（t） ，即可根据 v=s/t，求出动作电位在此神经干上的传导速度。当人的周 围神经发生病变时， 其动作电位的传导速度会减慢， 因此测定人体的神经传导速度对神经纤 维病变的诊断和估计神经损伤的预后有一定的价值。 【实验材料】 蟾蜍或蛙；SMUP-PC 生物信号处理系统、神经标本屏蔽盒、蛙类手术器械;任氏液。 【实验步骤】 1.蟾蜍坐骨神经标本制备 制备过程与坐骨神经腓肠肌标本的制作过程相似，游离并取下坐骨神经和与之相连的腓神 经。 在分离神经时用玻璃分针沿神经走向撕开周围结缔组织， 用眼科剪刀剪断与主干相连的 神经分支。切忌用力牵拉和钳夹神经。神经标本尽可能长些。标本制成后，浸于任氏液中数 分钟，使其兴奋性稳定后即可开始实验。将神经干置于神经屏蔽盒的电极上，盖上盖板，以 防神经干燥。 2.仪器连接按图 3-1，本试验只用其中一对引导电极。图 3-1 仪器连接示意图 ①第一对引导电极；②第二对引导电极 信号由生物电放大通道输入处理系统。生物电放大的时间常数置 0.2s 或 0.02s，高频滤波置 1kHz，时间常数 0.2～0.02ms。四路放大器 D/A-1 或 D/A-2 输出接屏蔽盒刺激电极接线柱， D/A-1 或 D/A-2 的幅度调到最大（5V） 。打开显示器上快捷方式，进入处理系统主界面，在 菜单条目中选择“神经干动作电位传导速度”程序。 程序参数设置： 扫描控制 自动重复扫描，调节“ ”或“ 》 《 ”设定扫描速度，一般 2ms/div～4ms/div。 刺激器控制 根据需要设置一段前延时，脉冲宽度 0.1ms 3.逐渐加大刺激强度，在屏幕上可以看到动作电位的幅度逐渐增大，观察双相复合动作电位 的幅度、时程以及该电位在一定范围内随刺激强度变化而变化的过程。 单击“储存”按钮将所需信号储存。 单击“浏览与测量”按钮，选择储存内容，屏幕显示所储存的动作电位波形（图 3-2） 。图 3-2 双相动作电位 单击“电极距离”框，输入神经屏蔽盒刺激电极负极与记录电极 R1 之间的距离（程序默认 20mm） 。 在信号显示区按下鼠标左键，屏幕出现一垂直光标，按住左键不放，滑动到刺激伪迹开始处 并放开鼠标左键，然后再点鼠标左键出现第二条垂直光标，并将其移动到动作电位起始处， 放开鼠标左键。即可显示传导速度的测量结果。 【自选项目】 观察离子对动作电位有何影响 在刺激电极和引导电极之间的神经干上，放一个浸有 2% 氯化钾溶液或 2%普鲁卡因的小棉球， 刺激参数固定不变， 观察用药后动作电位的变化过程。 动作电位消失后，立即将神经干放入任氏液内浸泡 10～20min，必要时要反复更换新鲜任氏 液，然后重新将神经干置于标本槽内，观察动作电位的恢复。用同样的方法将浸有 0.69%氯化钠溶液的小棉球放在神经干上，观察动作电位的变化过程。 【注意事项】 1． 分离过程中避免对标本过度的机械牵拉，以保持其良好的兴奋性。 2． 实验过程中不断滴加任氏液避免神经干燥。 【思考题】 1.如何鉴别刺激伪迹？为什么会有刺激伪迹？ 2.双相动作电位的上、下两相幅值是否相同？为什么？ 3.本实验所测出的动作电位传导速度能否代表组成该神经干的单个神经纤维的传导速度？ 为什么？ 实验 4 神经兴奋性不应期的测定 【目的和原理】 可兴奋组织（神经、肌肉）在一次兴奋之后，其兴奋性要经历一个规律的时相变化。在神经 依次经历绝对不应期（absolute refractory period） 、相对不应期（relative refractory period） 、 超常期和低常期。然后再恢复到正常兴奋水平。在绝对不应期内给予刺激，即使加大脉冲强 度，细胞也不发生兴奋；在相对不应期内给予阈上刺激，细胞可产生兴奋，但产生的动作电 位幅度较低。而在超常期，较小的刺激可使神经兴奋。 兴奋性的高低或有无， 可以通过测定阈值来确定。 兴奋不应期的测定一般用前后两个刺 激，前面的刺激称为“条件性刺激” ，用来引起神经的一次兴奋；后面的刺激称为“检测性 刺激” ，用来测定神经兴奋性的改变。调节两个脉冲之间的时间间隔过程中，观察“检测性 刺激”所引起的动作电位幅值的改变，以测定神经兴奋不应期的变化。 【实验材料】 蟾蜍；实验器材和药品与神经干动作电位及其传导速度测定相同。 【实验步骤】 1.制备坐骨神经标本。 2.仪器线路连接同神经干动作电位及其传导速度测定，在菜单条目中选择“神经干兴奋不应 期测定”程序。 程序参数设置： 扫描控制 自动重复扫描，扫描速度根据需要设定,一般 2ms/div～4ms/div。 灵敏度 根据生物电放大器的增益设定为 0.1mv～0.5mv/cm 刺激参数 脉冲宽度 0.1ms，强度 0.2mv～1.8v 范围内。 3.加大脉冲强度 1，在屏幕上可看到动作电位的幅度逐渐增大，等幅度增至最大时停止调节 脉冲强度。 4.使脉冲强度 2 等于脉冲强度 1，改变脉冲间隔，观察第二个动作电位的幅度变化情况。可 观察到第二个动作电位逐渐向第―个动作电位靠近，越靠近，第二个动作电位的幅度越低， 直至消失，即使增加脉冲强度，也不能再引起第二个动作电位，表明第二个刺激落在前一刺 激的绝对不应期内。单击“储存”按钮将所需信号储存。 5.测量 第二个刺激引起的动作电位幅度开始减小时，两脉冲间隔时间记为 t1。继续减小 两脉冲间隔，第二个刺激引起动作电位消失，加大脉冲强度也不再出现时，两脉冲的间隔就 是前一刺激的绝对不应期，记为 t2。t1-t2 就是第一个刺激的相对不应期。 【注意事项】 同“神经干动作电位及其传导速度的测定” 。 【思考题】 1.根据上面实验的结果，能否求出此神经的最大兴奋频率？2.绝对不应期是等于前后两刺激的间隔时间， 还是第一个动作电位的起始转折点到第二 刺激波之间的间隔时间？为什么？ 3.神经一次兴奋后兴奋性改变的离子基础是什么？ 实验 5 刺激强度-时间曲线 【目的和原理】 测绘刺激强度-时间曲线（intensity-duration curve） ，加深对强度阈值和时间阈值理解。引起 细胞、组织或机体发生反应的刺激，一般具有一定的强度、一定的持续时间以及一定的时间 -强度变化率。用方波刺激细胞，相当于固定了刺激时间-强度变化率，在此情况下，可研究 刺激强度和刺激时间两个参数的相互关系。 【实验材料】 蟾蜍；实验器材同神经干动作电位及其传导速度测定。 【实验步骤】 1.制备一条坐骨神经标本。 仪器连接、生物电放大设置和 D/A 输出调节同神经干动作电位及其传导速度测定。在菜单 条目中选择“刺激时间强度曲线”程序。 程序参数设置： 扫描控制 触发扫描，扫描速度根据需要设定,一般 2ms/div～4ms/div。 灵敏度 根据生物电放大器的增益设定 2.脉冲宽度 0.1ms，调节脉冲强度，使其引起的动作电位达到合适的幅度作为对照。储存数 据。 3.依次增加脉冲宽度为 0.2ms、0.3ms、0.4ms、0.5ms、0.6 ms、0.7ms，递减脉冲强度，使动 作电位的幅度与对照基本相等，电脑扫描并储存不同强度和波宽的数据。 4.曲线拟合 选择相应 7 组数据， 单击曲线拟合按钮， 屏幕显示双曲线和有关数据 （如图 6） 。图 5 刺激强度-时间曲线 【注意事项】 1. 记录动作电位的幅度，在不同强度、波宽条件下应基本相同。 2. 要注意经常加任氏液以保护神经标本的兴奋性。 【思考题】 分别改变刺激强度和波宽结果有何改变？ 实验 6 ABO 血型鉴定 【目的和原理】 血型（blood group）就是红细胞上特异抗原的类型。在 ABO 血型系统，根据红细胞膜上是否含有 A、B 抗原而分为 A、B、AB、O 型。血型鉴定是将受试者的红细胞加入标准 A 型 血清（standard serum A） （含足量的抗 B 抗体）与标准 B 型血清（standard serum B） （含足 量的抗 A 抗体）中，观察有无凝集现象，从而测知受试者红细胞上有无 A 或／和 B 抗原。 交叉配血（cross-match test）是将受血者的红细胞与血清分别同供血者的血清与红细胞 混合，观察有无凝集现象。为确保输血的安全，在血型鉴定后必须再进行交叉配血，如无凝 集现象，方可进行输血。若稍有差错，就会影响受血者的生命安全，千万不可粗心大意。 【实验材料】 人;显微镜、离心机、采血针、玻片、滴管、1ml 吸管、小试管、试管架、牙签、消毒注射 器及针头、碘酒、棉球、消毒棉签;标准 A、B 型血清、生理盐水、75％酒精。 【实验步骤】 1.玻片法 （1）将标准 A 型与 B 型血清各一滴，滴在玻片的两侧，分别标明 A 与 B。 （2） 75％酒精棉球消毒左手无名指端， 用 用消毒采血针刺破皮肤。 1 滴血于盛有 lml 滴 生理盐水的小试管中，混均制成红细胞悬液（浓度约 5％） 。 （3）用滴管吸取红细胞悬液，分别滴一滴于玻片两侧的血清上，用两支牙签分别混匀 （注意严防两种血清接触） 。 （4）15 分钟后用肉眼观察有无凝集现象。根据图 40 判定血型。图 6 ABO 血型检查结果判断 2.试管法 取小试管 2 支，分别标明 A、B 字样。分别加入 A、B 型标准血清与受试者的红细胞悬液 各 1 滴，混匀后离心 1 分钟（100 转/min） 。取出试管后用手指轻弹试管底，使沉淀物被弹 起，在良好的光源下观察结果。轻弹管底时，若沉淀物成团漂起，表示发生凝集现象，若沉 淀物边缘呈烟雾状逐渐上升，最后使试管内液恢复红细胞悬液状态，表示无凝集现象。 【注意事项】 1.试管法较玻片法结果准确。 2.吸 A 型、B 型标准血清及红细胞悬液时，应使用不同的滴管。 3.肉眼看不清凝集现象时，在低倍显微镜下观察。 4.红细胞悬液及标准血清须新鲜，因污染后产生假凝集。 5.红细胞悬液不能太浓或太淡，否则可出现假阴性反应。 【思考题】 汇总本班同学 ABO 血型的分布情况，此结果有否统计学意义？ 实验 7 出血时间和凝血时间的测定 【目的和原理】学习出血时间、凝血时间的测定方法。出血时间（bleeding time）是指从小血管破损出血起 至自行停止出血所需的时间， 实际是测量微小血管口封闭所需时间。 出血时间的长短与小血 管的收缩，血小板的粘着、聚集、释放以及收缩等功能有关。出血时间测定，可检查生理止 血过程是否正常及血小板的数量和功能状态。凝血时间（clotting time）是指血液流出血管 到出现纤维蛋白细丝所需的时间，测定凝血时间主要反映有无凝血因子缺乏或减少。 【实验材料】 人；采血针、75%酒精棉球、干棉球、秒表、滤纸条、玻片及大头针等。 【实验步骤】 1.出血时间的测定 以 75%酒精棉球消毒耳垂或末节指端后， 用消毒后的采血针快速刺 入皮肤 2～3mm 深，让血自然流出。立即记下时间，每隔 30 秒用滤纸条轻触血液，吸去流 出的血液，使滤纸上的血点依次排列，直到无血液流出为止，记下开始出血至停止出血的时 间，或以滤纸条上血点数除以 2 即为出血时间。正常人约为 1～4min。 2.凝血时间的测定 操作同上，刺破耳垂或指端后，用玻片接下自然流出的第一滴血， 立即记下时间，然后每隔 30s 用针尖挑血一次，直至挑起细纤维血丝止。从开始流血到挑起 细纤维血丝的时间即为凝血时间。正常人约为 2～8min。 【注意事项】 1.采血针应锐利，让血自然流出，不可挤压。刺入深度要适宜，如果过深，组织受损过 重，反而会使凝血时间缩短。 2.针尖挑血，应朝向一个方向横穿直挑，勿多方向挑动和挑动次数过多，以免破坏纤维蛋白 网状结构，造成不凝血假象。 【思考题】 1.出血时间和凝血时间延长的临床意义。 2.试述正常的生理止血过程。 实验 8 血液凝固及影响血液凝固的因素 【目的和原理】 血液凝固(blood coagulation)过程可分为三个阶段：因子 X 的激活，凝血酶原激活成凝血酶， 纤维蛋白原转变为纤维蛋白。由于激发凝血反应的原因和参与反应的物质不同，因子 X 的 激活可以分为内源性和外源性两条途径。 如果直接从血管中抽血观察血液凝固， 此时因血液 几乎没有组织因子参与，其凝血过程主要由内源性途径(intrinsic pathway)所激活。组织因子 (tissue factor,TF)启动外源性途径(extrinsic pathway)。本实验的目的是通过测定各种条件下血 液凝固所需的时间，了解血液凝固的基本过程及其影响因素。 【实验材料】 家兔；清洁小试管（ 10×7.5mm）8 支、50ml 小烧杯 2 个、100ml 烧杯三个、10ml 注射器、 5 号针头、滴管、试管架、恒温水浴器、哺乳动物手术器械一套、兔手术台、动脉夹、塑料 动脉插管、带橡皮刷的玻棒或竹签、棉花；20%氨基甲酸乙酯、生理盐水、肝素 8 单位（置 小试管内） 、草酸钾 l～2mg（置小试管内） 、石蜡油、碎冰块、肺组织浸液（取兔肺剪碎， 洗净血液，浸泡于 3～4 倍量的生理盐水中过夜、匀浆离心、过滤，收集的滤液即肺组织浸 液，存入冰箱备用） 。 【实验步骤】 兔颈总动脉插管采血 从兔耳缘静脉缓慢注入 20%氨基甲酸乙脂（5ml/kg） ，待其麻醉 后背位固定于手术台上。剪去颈部的毛，正中线切开颈部皮肤约 5～7cm，分离皮下组织和 肌肉，暴露气管，在气管两侧的深部找到颈总动脉，分离出一侧颈总动脉，远心端用线结扎 阻断血流， 近心端夹上动脉夹， 用利剪作一斜切口， 向心脏方向插入动脉插管， 用丝线固定。需放血时开启动脉夹即可。 【结果整理及分析】 1.影响血凝的因素 实验条件 凝血时间（min） ①试管内放入血液 2ml（对照） ②试管内放少量棉花，并放入 2ml 血液 ③用液体石蜡涂试管内表面，并放入 2ml 血液 ④试管内放 2ml 血，保温于 37℃的水浴中 ⑤试管内放 2ml 血。将其放入冰块中 ⑥试管内放入肝素，再放入 2ml 血，并将其混匀 ⑦试管内放 lmg 草酸钾，再放入 2ml 血后混匀 ⑧制备组织因子，取 0.3ml，取血 2ml 放入试管混匀 每隔 15 秒，倾斜一次试管，观察血液是否凝固。将结果填入表中。 2.用小烧杯，放入血 10～20ml，用毛刷搅拌。观察烧杯中血液是否凝固，毛刷用清水冲洗， 观察上面留下了什么？ 【注意事项】 1. 试管编号必须记清楚。 2. 准备好各试管按顺序连续放血。 3. 每管凝血时间的计时应从血液放入该管开始。 【思考题】 1.根据本实验观察结果比较血液凝固的内源性与外源性途径的区别。 2.分析本实验每一项结果产生的原因。 实验 9 蛙心起搏点 【目的和原理】 哺乳动物心脏的特殊传导系统具有自动节律性， 但各部分的自律性高低不同。 以窦房结的自 律性为最高，正常的心脏搏动每次都由窦房结发出，传到心房、心室引起兴奋和收缩，所以 窦房结（sino-atrial node）被称为哺乳动物的心起搏点(normal pacemaker)。两栖类动物的心 起搏点是静脉窦。 本实验的目的是利用改变局部温度和结扎方法来观察蛙心起搏点和蛙心脏不同部位的 自律性高低。 【实验材料】 蟾蜍；蛙类手术器械、蛙心夹、滴管、丝线、小离心管；任氏液。 【实验步骤】 1. 取蟾蜍一只，用探针破坏脑和脊髓，将蟾蜍仰卧固定在蛙板上。用剪刀剪开胸骨表 面皮肤并沿中线剪开胸骨，可见心脏包在心包中。仔细剪开心包，暴露出心脏，其 前、后面结构如图 9 所示。图 9 蛙心结构图 2.参照图 9 识别静脉窦、 心房和心室。 观察它们的跳动顺序并计数它们在单位时间内的跳 动次数。 3.用盛有 35～40℃热水的小离心管 （或用加热的探针柄） 或用小冰块先后分别地接触心 室、心房和静脉窦以改变它们的温度，并分别观察和记录心脏跳动次数有何变化？ 4.用细镊子在主动脉干下穿一线备用，再用玻璃分针穿过心脏后面将心尖翻向头端，暴 露心脏背面，找到静脉窦和心房交界的半月形白线（窦房沟） 。然后将预先穿入的线沿着半 月形白线进行结扎， 以阻断静脉窦和心房之间的传导。 观察心房的跳动是否停止？静脉窦是 否仍照常在跳动？ 5.心房、心室如已恢复跳动，则分别计数单位时间内静脉窦和心房、心室跳动次数。并 观察它们的跳动节律是否一致？ 【注意事项】 结扎每条线后，需稍等一段时间后观察蛙心活动情况 【思考题】 1.分析本实验每一项试验的结果。 2.根据实验结果，可得出什么结论？实验 10 蛙心期前收缩和代偿间歇 【目的和原理】 在一次心动周期中，当心肌经历一次兴奋收缩后，其兴奋性将会出现一系列周期性的变化。 心肌兴奋后其兴奋性的变化特点是有效不应期特别长， 约相当于整个收缩期， 甚至可延续到 舒张早期。在此期中，任何刺激均不能使之产生动作电位并引起心肌的再次兴奋收缩。随后 为相对不应期，在此期给予心肌以强刺激可使其产生动作电位，最后为超常期，后两期均发 生在舒张期内。因此，如果在心室肌舒张期内，给予心室肌一次适当的阈上刺激，便可在正 常节律性兴奋到达心室之前，引起一次扩布性兴奋和收缩，这次提前发生的兴奋收缩，称为 期前收缩(premature systole)或过早搏动。而随后到达的正常的节律性兴奋，正好落在期前收 缩的有效不应期内，因而不能引发心室的兴奋和收缩，此时，心室较长时间地停留在舒张状 态，直至下一次正常的节律性兴奋到达时，才恢复原来的正常节律性收缩，这个在期前收缩 后出现的持续时间较长的舒张间歇期，称为代偿间歇(compensatory pause)。在显示器上可观 察到期前收缩和代偿间歇。 本次实验的目的是学习在体蟾蜍（或蛙）心跳曲线的记录方法，并通过对期前收缩和代 偿间歇的观察，了解心肌兴奋性的变化特点。 【实验材料】 蟾蜍；SMUP-PC 生理信号处理系统、张力换能器、铁支架、双凹活动夹、蛙板、蛙类手术 器械、蛙心夹、玻璃小烧瓶或培养皿、吸滴管；任氏液、胶泥。【实验步骤】 1.用探针损毁蟾蜍的脑、脊髓，暴露心脏。在心舒期用蛙心夹夹住心尖，将系于蛙心夹的线 与张力换能器连接，调节张力换能器高度，使连线保持垂直，松紧适当。按图 10-1 连接线 路。张力换能器接 SMUP 放大器压力通道。调节压力放大器的位移和增益。将刺激电极固 定，刺激电极与心室接触良好，连接 SMUP 放大器 D/A-1 或 D/A-2 的输出，幅度调到最大 （5V） 。图 10-1 仪器连接示意图 2.打开计算机，启动 SMUP-PC 生理信号处理系统。进入“期前收缩与代偿间歇”程序。 调节参数。扫描速度 2s/div?5s/div，刺激波宽 0.2ms，刺激强度 3?5v，频率 1Hz/s。 3.实验观察 （1）记录正常的心跳曲线。观察辨认心房波和心室波，确定曲线哪一部分代表心室收 缩，哪一部分代表心室舒张？ （2）先描记几个正常心跳曲线作为对照，然后选择适当强度的阈上刺激，用同等强度 单个电刺激分别在心室舒张的早、中、晚期刺激心室（注意每刺激一次后，要待心室恢复正 常几个心搏后再行第二次刺激） ，观察心跳曲线有何变化？ （3） 以同等刺激强度， 在心缩期给予心室一次刺激， 观察心跳曲线是否发生变化。 如图 10-2 增加刺激强度，在心缩期再给予一次刺激会有什么结果？为什么？图 10-2 期前收缩和代偿间歇 注：箭头表示给予刺激 （4）在完成上述实验项目之后，如有可能，分别在期前收缩的收缩期和舒张期给予一 次同等强度的电刺激，观察心跳曲线有什么变化，为什么？ 对记录曲线加以注释说明。对比心室收缩期与舒张期的兴奋性变化。 【注意事项】 1.实验过程中，应经常用任氏液湿润心脏。 2.安放在心室上的刺激电极应避免短路。 3.心跳曲线的上升支应代表心室收缩， 下降支代表心室舒张。 如相反则应将换能器倒向。 4.选择适当刺激强度时，可先用刺激电极刺激蟾蜍腹壁肌肉，以检查强度是否有效。 【思考题】 1.讨论期前收缩和代偿间歇产生的原因。 2.心肌的有效不应期长有何生理意义？ 3.当心率过速或过缓时，期前收缩后是否会出现代偿间歇？为什么？ 4.存在不应期的实验依据是什么？实验 11 某些因素对离体蟾蜍心脏的影响 【目的和原理】 心脏的正常节律性活动必须在适宜的理化环境里才能维持， 一旦适宜的理化环境被干扰或破 坏，心脏活动就会受到影响。心脏受植物性神经的双重支配，交感神经兴奋时，其末稍释放 去甲肾上腺素（norepinephrine，NE） ，使心肌收缩力加强，传导增快，心率加快。而迷走神 经兴奋时，其末稍释放乙酰胆碱（acetycholine，Ach） ，使心肌收缩力减弱，心率减慢。蟾 蜍心脏离体后，用理化特性近似于血浆的任氏液灌流，在一定时间内，可保持节律性收缩和 舒张。改变任氏液的组成成分，心脏跳动的频率和幅度会随之发生改变。 ＋ ＋ ＋ 本实验目的在于（1）观察 K 、Na 、Ca2 三种离子、去甲肾上腺素、乙酰胆碱、酸碱 度等因素对心脏活动的影响，理解心脏的正常活动需要适应的理化环境。 （2）学习离体蛙心 灌流方法，了解离体器官的研究方法。 【实验材料】 蟾蜍；SMUP-PC 生理信号处理系统、张力换能器（量程 50?100 克） 、铁支架、双凹夹、试 管夹、蛙心插管、蛙心夹、蛙板、蛙手术器械、滴管、大烧杯、温度计、恒温水浴、丝线； 任氏液、 0.65%NaCl、2% CaCL2、l%KCL、3%乳酸、2.5%NaHC03、1:10 000 去甲肾上腺 素、1:100 000 乙酰胆碱。 【实验步骤】 1.蛙心插管（straub canula）制备 （1）取―只蟾蜍，破坏脑和脊髓，暴露心脏。 （2）用小镊子夹起心包膜，沿心轴剪开心包膜，仔细识别心房、心室、动脉圆锥、主动脉、 静脉窦、前后腔静脉等。 （3）在右主动脉下穿一根线并结扎，再在左右主动脉下穿一根线。将心脏用玻璃针翻至背 面，将前后腔静脉和左右肺静脉一起结扎（注意勿扎住静脉窦） 。将心脏回复至原位，在左 主动脉下穿两根线，用一线结扎左主动脉远心端，另一线置主动脉近心端备用。提起左主动 脉远心端缚线， 用眼科剪刀在左主动脉上靠近动脉圆锥处剪一斜口， 将盛有少量任氏液的蛙 心插管由此插入主动脉，插至动脉圆锥时略向后退，在心室收缩时，向心室后壁方向下插， 经主动脉瓣插入心室腔内（不可插入过深，以免心室壁堵住插管下口） 。插管若成功进入心 室，管内液面会随着心室跳动而上下移动。用左主动脉上近心端的备用线结扎插管，并将结 扎线固定于插管侧面的小突起上。 （4）提起插管，在结扎线远端分别剪断左主脉和右主动脉，轻轻提起插管，剪断左右 肺静脉和前后腔静脉，将心脏离体。用滴管吸净插管内余血，加入新鲜任氏液，反复数次， 直至液体完全澄清。保持灌流液面高度恒定（1～2cm） ，即可进行实验。 2.实验装置 用试管夹将蛙心插管固定于铁支架上 （图 11） 将蛙心夹上的线连至机械一电 。 换能器的着力点让心脏受到过度牵拉。将机械-电换能器连至 SMUP-PC 信号系统放大器压 力输入接口，启动“离体蛙心灌流”程序。调节好参数。扫描速度根据图形调节（5s/div～ 10s/div） ，实验开始按下“储存”按钮，试验项目注意做“标记” 。图 11 描记心搏实验装置 【结果整理及分析】 1.记录正常蛙心收缩曲线 曲线幅度：代表心脏收缩的强弱。 曲线疏密：代表心跳频率。 曲线的规律性：代表心跳的节律性。 曲线的顶点水平：代表心室收缩的程度。 曲线的基线：代表心室舒张的程度。 2.离子的影响 （1）吸出插管内全部灌流液，换入 0.65% NaCl，观察心缩曲线的变化，待效应明显后， 吸出灌流液，用新鲜任氏液换洗 2～3 次，直至心缩曲线恢复正常。 （2）滴加 l～2 滴 2% CaCl2 于新换入的任氏液中，观察心缩曲线的变化，出现效应后， 用新鲜任氏液换洗至曲线恢复至正常。 （3）加 l～2 滴 1%KCl 于新换入的任氏液中，待效应出现后，再用任氏液换洗至曲线 正常。 3.递质的作用 （1）加入 1～2 滴 1:10 000NE 于灌流液中，待效应出现后，用任氏液换洗至曲线正常。 （2）加入 1 滴 1:100 000Ach 于灌流液中，待效应出现后，用任氏液换洗至曲线恢复正 常。 4.温度的影响 将插管内的任氏液吸出，换入 4℃的任氏液，观察曲线变化。待效应明 显后，吸出灌流液，换入室温的任氏液，直至曲线恢复正常。 5.酸碱的影响 （1）加 2.5%NaHCO3 溶液 l～2 滴于灌流液中，观察曲线变化，待效应明显后，换液、 冲洗，直至曲线恢复正常。 （2） 3％乳酸 1～2 滴于灌流液中， 加 观察曲线变化， 待效应明显后， 再加 1～2 滴 2.5％ NaHCO3，观察曲线变化。 【注意事项】 1.每次换液时，插管内的液面均应保持一定高度。 2.加试剂时，先加 1～2 滴，用吸管混匀后如作用不明显时可再补加。 3.每项实验应有前后对照。每次加药时应作记号。 4.随时滴加任氏液于心脏表面使之保持湿润。 5.本实验所用药液种类较多，注意避免通过滴管互相污染。 6.固定换能器时，头端应稍向下倾斜，以免部分滴下的液体流入换能器内。 【思考题】 1. 实验过程中套管内的灌流液面为什么都应保持相同的高度？2. 分析各项实验结果的产生机制。实验 12 人体心音听诊 【目的和原理】 学习心音听诊方法，了解正常心音特点及其产生原理，为临床听诊心音奠定基础。心音 （cardiac sound）是瓣膜关闭及心肌收缩引起的振动所产生的声音。将听诊器置于受试者心 前区的胸壁上，直接听取心音。在每一个心动周期中一般都可听到两个心音，即第一心音和 第二心音。 【实验材料】人；听诊器(stethoscope) 【实验步骤】 1.确定听诊部位。 （1）受试者解开上衣，面向亮处静坐。检查者坐在对面。 （2）参照图 12 确定心前区心音听诊区各个部位。图 12 心音听诊部位示意图 二尖瓣听诊区：左锁骨中线第五肋间稍内侧（心尖部） 。 肺动脉瓣听诊区：胸骨左缘第二助间。 主动脉瓣听诊区： 胸骨右缘第二肋间。 胸骨左缘第三、 四肋间为主动脉瓣第二听诊区 （又 称第五点） ，主动脉瓣关闭不全时，此处可听到杂音。 三尖瓣听诊区：胸骨左缘第四肋间或剑突下。 2.听心音 （1）检查者戴好听诊器，以右手的拇指、食指和中指轻持听诊器胸器，置于受试者胸 壁上（不要过紧或过松） 。按二尖瓣、主动脉瓣、肺动脉瓣及三尖瓣听诊区顺次进行听诊。 在胸壁任何部位均可听到两个心音。 （2）区分两个心音 听取心音同时，可用手触诊心尖搏动或颈动脉搏动，与此搏动同 时出现的心音即为第一心音。此外，再根据心音性质（音调高低、持续时间、间隔时间） ， 仔细区分第一心音与第二心音，才能确定出收缩期和舒张期。 （3）比较不同部位上两心音的声音强弱。 【注意事项】 1.室内必须保持安静。如果呼吸音影响听诊时，可嘱受诊者暂停呼吸。 2.听诊器的耳器方向应与外耳道一致（向前） 。胶管勿与他物磨擦，以免发生杂音，影 响听诊。 【思考题】 1.描述所听到的心音及不同听诊区两心音有何不同。2.根据听取心音的特点，说明两心音分别标志心脏活动的哪个时期。实验 13 人体动脉血压的测定 【目的和原理】 学习间接测定人体动脉血压的原理与方法。并测定人体肱动脉的收缩压(systolic pressure)和 舒张压(diastolic pressure)的正常值。 人体血压测量为间接测定法， 其原理是使用血压计的袖带在动脉外施加压力， 根据血管 音的变化来测量血压，这种方法是俄国学者 KOPOTKOB 首创，故称 Korotkoff 听诊法。通 常血液在血管内流动时没有声音，如果血流经过狭窄处形成涡流，则发出声音。当缠于上臂 的袖带内的压力超过收缩压时， 完全阻断了肱动脉内的血流， 此时听不到声音也触不到肱动 脉脉搏。当袖带内压力比肱动脉的收缩压稍低的瞬间，血液只能在收缩压时，才能通过被压 而变窄的肱动脉，形成涡流撞击血管壁，发出声音，可在肱动脉远端听到声音，也可触到桡 动脉脉搏， 此时袖带内的压力在血压表上的读数即为收缩压。 当袖带内压力愈接近舒张压时， 通过的血量愈多，并且血流持续时间愈长，听到的声音越来越强而清晰。当袖带内压力降至 等于或稍低于舒张压瞬间，血管内血流便由断续变为连续，声音突然由强变弱或消失，脉搏 随之恢复正常，此时袖带内压力在血压表水银柱高度所对应的数值即为舒张压。 【实验材料】人；血压计(hemodynamometer)、听诊器。 【实验步骤】 1.熟悉血压计的结构 血压计有汞柱式血压计、弹簧表式血压计和电子式血压计（也包括指端、腕部电子血压 计） ，各有优缺点。汞柱式血压计是评价血压的标准工具，也是最早用于临床的血压测量工 具，该类血压计由检压计、袖带和气球三部分组成。汞柱式血压计的检压计是一个标有 0～ 300mmHg（ 0～40KPa）刻度的玻璃管，上端通大气，下端与水银贮槽相通。袖带是一个外 包布套的长方形橡皮囊， 借橡皮管分别和检压计的水银贮槽及橡皮球相通， 此球是一个带有 螺丝帽的球状橡皮囊，供充气或放气之用，常规血压表及测压方法如图 13 所示。图 13 人体动脉血压测定 2.测量动脉血压的方法 （1）让受试者脱去一臂衣袖（常取右上臂。右上臂的动脉血压常较左上臂的高出 5～ 10mmHg） ，测量血压前，静坐桌旁 5 分钟以上。 （2）打开血压表的水银槽开关（对电子血压计则应打开电源开关，然后按启动按钮） ， 松开血压计的橡皮球螺丝帽，驱出袖带内的残留气体后将螺丝帽旋紧。（3）让受试者前臂平放于桌上，手掌向上，使上臂中心部与心脏位置同高（坐位时平第四 肋间） ，将袖带缠在该上臂，袖带下缘至少位于肘关节上 2cm。袖带松紧适宜，开启水银槽 开关。 （4）将听诊器两耳器塞入外耳道，使耳器的弯曲方向与外耳道一致。 （5）在肘窝内侧先用手触及肱动脉脉搏所在部位，将听诊器放置其上。 【结果整理及分析】 1.测量收缩压 挤压橡皮球将空气打入袖带内，使血压表上水银柱逐渐上升到听诊器听 不到肱动脉搏动声为止，一般打气至 180mmHg 左右。随即松开气球螺丝帽，缓缓放气。其 速度以每秒下降 2～5mmHg 为宜。在水银柱缓缓下降的同时仔细听诊，在一开始听到“崩 崩”样的第一声动脉搏动声时，此时血压表上所示水银柱的高度即代表收缩压。 2.测量舒张压 使袖带继续缓缓放气，这时声音有一系列的变化，先由低而高，而后由 高突然变低，最后则完全消失。在声音由强突然变弱这一瞬间，血压表上所示水银柱的高度 即代表舒张压； 也可以声音突然消失时血压计所示水银柱的高度代表之。 如以后者为舒张压 值时，需另加 5mmHg 为妥。 血压记录常以收缩压／舒张压 mmHg 表示， 例如收缩压为 110mmHg， 舒张压为 70mmHg 时，记为 110／70mmHg，如果用 Kpa 表示，其换算关系为：100mmHg=13.33Kpa。 列表记录你组男女同学测得的血压值。 【注意事项】 1.室内必须保持安静，以利听诊。 2.测量血压时，无论采取坐、卧体位，上臂位置必须与心脏同一水平，且上臂不能被衣 袖所压迫。 3.听诊器胸器放在肱动脉搏动位置上面时不能压得太重，更不能压在袖带底下进行测 量，还必须注意听诊器不能接触过松而听不到声音。 4.动脉血压通常连测 2～3 次，取其最低值。重复测定时，袖带内的压力必须降至 0 后 再打气。 5.发现血压超出正常范围时，应让受试者休息 10 分钟后复测。在受试者休息期间，可 将袖带解下。 6.血压计用毕，应将袖带内气体驱尽、卷好、放置盒内，以防玻璃管折断。 【思考题】 1.正常男、女成人的血压值是多少？同一受试者左右臂血压有无差别？数值是多少？ 2.根据你的操作，你认为哪些因素可影响血压的测定？ 3.请你思考用触诊桡动脉脉搏测定血压时，如何确定收缩压值？实验 14 容积导体在心电图描记中的作用 【目的和原理】 临床上常规记录的心电图，是将测量电极放置在肢体或体表一定部位记录的心脏电变化曲 线，这必需通过容积导体的作用。所谓容积导体(volume conductor)是指具有一定体积的导电 体。 机体的组织及体液含大量可导电的电解质， 可作为一个容积导体， 心脏在这容积导体内。 产生心电的基本组织是心肌细胞。心肌兴奋时，细胞膜出现去极和复极过程。根据心电的电 偶学说(electric dipole doctrine)，在心脏兴奋过程中，外膜面带正电位最高的部位成为电源， 带负电位最低的部位成为电穴， 两者共同组成具有一定极化电压强度和方向的电偶， 并在心 动周期各瞬间，伴同兴奋规律性的产生及传导而变动着电偶的强度、方向和位置。因此，每 一心动周期中，心脏的电变化呈现一定的规律，并通过心脏周围的容积导体，反映到身体各部位。所以在体表安置测量电极，可记录出电极所在点反映的心电变化。其电位的大小主要 取决于容积导体中确定某点电位的三个因素，即与某瞬间心电偶综合向量的电压强度成正 比； 与某点至心电偶中点距离的平方成反比； 与某点至心电偶中点的联线和电偶轴心线交角 的余弦值成正比。 本实验观察比较在体和离体置于人工容积导体中的蛙心心电图及其波形与 心脏方位的关系， 目的在于证明体表心电图的描记需要通过容积导体， 而心电图的波形则与 心脏产生的电位通过容积导体在体表的不同分布有密切关系。 【实验材料】 蛙或蟾蜍；SMUP-PC 型生物信号处理系统、蛙类手术器械、培养皿、烧杯、导联线（用三 股屏蔽线分别焊接三个不同颜色的夹子） ；任氏液。 【实验步骤】 1.破坏蛙的脑、脊髓，用大头针将蛙背位固定于蛙板上。剖露心脏。 2.利用固定蛙四肢的大头针作为肢体电极，将正输入极导线的鳄嘴夹接左后肢电极，负 输入极则接右前肢电极，右后肢接地，模拟标准导联Ⅱ。信号输入，经 SMUP-PC 系统，心 电变化显示在屏幕上。观察时，注意心电的波形及其主波的方向，记录正常 ECG。 3.用眼科镊子夹住心尖，连同静脉窦一起快速剪下心脏，放入盛任氏液的培养皿内，观 察显示器屏幕上体表心电图是否存在。 4.从培养皿中取出心脏，放回体内原位，观察是否又出现心电。并观察改变心脏方位对心电 图波形的影响，如将心尖改为朝向头端（即与正常心尖位置相反） ，心电主波方向是否改变。 5.将心脏位置复原，改变不同肢体导联方式，观察是否均可在显示屏上记录出心电波，只是 波形和波幅大小有所不同。 6.将输入导线的鳄嘴夹从大头针上取下，夹在培养皿边缘，接触任氏液，并将心脏置 于培养皿内， 注意夹的位置同皿内心脏的方位尽可能与标准导联Ⅱ的情况接近。 观察能否引 导出心电， 其波形与在体心脏的相比如何不同。 改变心脏方位， 如将心尖向左下改为向右上， 波形发生什么改变。 【注意事项】 1.剪取心脏时，切勿损伤静脉窦，并要求用利剪快速剪下，避免对心脏损伤过大。 2.用鳄嘴夹夹住培养皿边缘时，必须与任氏液接触良好，可垫一点脱脂棉，将蛙放在其 上，可方便改变蛙心与导连线之间的关系。 3.良好接地，布线合理。 【思考题】 1.有那些证据说明本实验中模拟标准导联Ⅱ所观察到的电变化确系心脏的电活动？ 2.从肢体或体表为什么能引导记录出心电活动？ 3.为什么心脏与引导电极两者位置的相对改变可使心电图波形改变？ 实验 15 人体心电图的描记和分析 【目的和原理】 关于心电的产生、怎样传到体表和体表电位大小的确定等，已如前述。体表电位怎样导入心 电图机描记和心电图的分析， 现已有统一的规定和方法。 正常心电图(electrocardiogram,ECG) 因测量电极位置和导联方式不同，波形有所不同，但一般包括 P、QRS 和 T 三个波形和两 个间期。P 波反映心房去极化过程，QRS 波群反映心室去极化过程；T 波反映心室复极化过 程；P-R（或 PQ）间期为心房开始兴奋至心室开始兴奋的传导时间；S-T 段为心室去极完毕 到心室复极开始的时间，Q-T 间期为心室兴奋开始去极化到完全复极到静息状态的时间。本 实验的目的是学习人体心电图的描记方法和心电图波形的测量方法； 了解人体正常心电图各 波的波形及其生理意义。【实验材料】 人；心电图机（electrocardiograph） （信号处理系统或二道生理记录仪） 、检查床、导电膏、 分规、放大镜、75％酒精棉球。 【实验步骤】 1.准备 （1）让受试者安静、舒适平卧在检查床上，肌肉放松。 （2）将心电图机接好地线，导联线及电源线；接通电源，预热约 5 分钟。 （3）在前臂屈侧腕关节上方及内踝上方安放肢体导联电极；在图 15-1 所示部位安放胸 导联电极（一般先选用 V1、V3、V5） 。准备安放电极的局部皮肤应先用酒精清洁，减少皮 肤电阻，然后涂上导电膏（或垫一小块浸润生理盐水的纱布棉花） ，再将电极与皮肤固定， 保证导电良好，以防干扰和基线漂移。图 15-1 心前导联的电极安置部位 （4）按规定的导联接好导线（有一定的颜色标志） ：红色一右手，黄色一左手，绿色一 左足，黑色一右足，白色一胸导联。 2.描记心电图 （1） 校正输入信号电压放大倍数 掀动校正键， lmv 标准电压应使描笔振幅恰好为 10mm （记录纸上纵坐标 10 小格） 。 （2）描记导联心电图 用导联选择开关分别选择标准肢体导联Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ，加压单极肢 体导联 aVR、aVL、aVF，胸导联 V1、V3、V5 等九个导联进行描记。走纸速度 25 mm／s。 （3）在记录纸上注明各导联代号，被试者姓名、年龄、性别及记录日期。 【结果整理及分析】 1.取下心电图记录纸，辨认 P 波、QRS 波群、T 波，P-R 间期、S-T 段以及 Q-T 间期。如图 15-2 所示。图 15-2 心电图各波测量 2.测量波幅及时间 纵坐标表示电压，每小格代表 0.lmv，横坐标表示时间，每小格代 表 0.04s（每小格实为 lmm） 。用分规测量。测量波幅值时，凡向上的波均应测量从基线上缘 至波峰顶点的距离，凡向下的波，均应测量下缘至波谷底点的距离。以标准导联Ⅱ的结果为 例，参照图 49，测量各波电压幅值、P-R 间期及 Q-R 间期；观察 S-T 段有无移位。 3.心率的测定 测量相邻两个心动周期的 R-R 间期（或 P-P 间期） ，代入下式即可。如 心律不齐，应测量 5 个 R-R 间期，求其均值，再代入公式计算出心率：心率＝60/ R―R 间 期 （次／分） 。如心律不齐，应测量 5 个 R-R 间期，求其均值。 4.心律的分析 包括主导心律的判定；心律是否规则；有无期前收缩或异位节律。分 析时，首先要认出 P 波、QRS 波群、T 波，根据 P 波决定基本心律。窦性心律心电图表现 为： P 波在Ⅱ导联中直立，aVR 导联中倒置； P-R 间期正常范围（0.12s～0.20s） 。成年人 正常窦性心律的心率为 60～100 次／分。 必要时， 可适当减少记录的导联和分析的项目， 以基本上仍满足本实验目的和要求为度。 【注意事项】 1.受试者宜静卧至少数分钟，肌肉尽量放松，避免大呼吸动作；防止寒冷引起肌紧张， 甚至寒战，影响记录。 2.记录心电图时，先将基线调到中央，使图形能在纸中央描出。防止造成基线不稳和干 扰的因素。基线不稳或有干扰时，应排除后再进行描记。 3.记录完毕后，将电极等擦净，心电图各控制旋钮转回关的位置，最后切断电源。 【思考题】 1.正常人体心电图可分哪几个波？各代表什么生理意义？ 2.为什么不同导联引导记录出来的正常心电图波形有很大区别？为什么各波形和间期总是 规律地出现？ 实验 16 减压神经放电 【目的和原理】 多数哺乳动物主动脉弓压力感受器的传入神经在颈部并入迷走神经， 进入延髓。 而兔的主动 脉弓压力感受器的传入神经纤维自成一束，在颈部与迷走神经、交感神经并行，称为减压神 经(depressor nerve)。减压神经在动脉血压的调控中发挥重要作用，当动脉血压升高时，主动 脉弓压力感受器的传入冲动增多，经减压神经传入中枢，使心迷走紧张增强，交感性紧张减 弱，从而使血压下降；反之，当动脉血压降低时，主动脉弓压力感受器发放冲动减少，经减压神经传入中枢，使心迷走紧张减弱，交感性紧张增强，从而使血压升高。通过本实验学习 哺乳动物在体神经干动作电位引导方法， 观察家兔减压神经传入冲动频率和动脉血压之间的 关系，从而加深对减压反射(baroreceptor reflex)的认识和理解。 【实验材料】 兔；信号处理系统、监听器、双极引导电极及支架、水银检压计及支架、哺乳类动物手术器 械一套、动脉套管、注射器（ 20ml、lml 各两只，5ml 一只）及针头、玻璃分针、纱布；生 理盐水和医用液体石蜡 （加温 38～40℃） 20％氨基甲酸乙酯溶液、 、 肝素、 1:10 000NE、 l:100 000Ach。 【实验步骤】 1.麻酸和固定 用 20%氨基甲酸乙酯溶液按 5ml/Kg 体重剂量注入耳缘静脉，待动物麻 醉后，背位固定于兔台上。 2.手术 剪去颈部兔毛，于颈部正中切开皮肤。分离气管，作气管插管术。左手握住夹 在切口处皮肤和软组织边缘的组织钳，以食指作后衬，使颈部气管旁软组织外翻，此时即可 见到一侧的血管神经丛。分离左侧颈总动脉在肝素化条件下行动脉插管术。连接实验装置， 在水银检压计及相连的 20ml 注射器内充满生理盐水，并将压力提高到 100mmHg 左右，使 检压计零点要与兔心在同一水平。用玻璃分针仔细分离同侧的减压神经（它在与迷走神经、 交感神经三者中为最细） 。游离 2cm 左右，穿二根经生理盐水湿润的线于神经下方备用。在 分离神经时，避免损伤血管，并用 38℃生理盐水湿润神经。 【结果整理及分析】 1．用玻璃分针轻轻地把减压神经放到引导电极上，并使电极悬空，不要接触周围组织； 电极地线连接在兔颈部肌肉上；然后与 SMUP-PC 系统的生物电放大通道相连，选择相应实 验程序，确定各项实验参数进入记忆状态。 2．放开颈总动脉夹，从显示器观察动脉血压，并记录其正常值。 3．调节监听器增益，使刚能听到类似火车开动的声音。 4．观察显示器上减压神经的群集放电的节律、波形和幅度（图 16） 。群集放电的节律与 心率同步， 其幅度约为的 30～100?v， 大小随血压高低而变。 一簇群集放电的波形呈三角形， 幅度先大后小。图 16 减压神经放电 5．向耳缘静脉注入 1:100 000 乙酰胆碱 0.3ml，观察血压与减压神经群集放电频率的变 化以及二者的关系；并记录动脉血压，看降低到何种程度时减压神经的群集放电才减少，或 完全停止；及其恢复过程。 6．待血压恢复到正常或不再出现大的升降时，由耳缘静脉注入 1:10 000 去甲肾上腺素 0.5～lm1，注意观察血压上升的高度，上升过程中减压神经群集放电频率的变化，何时开始 增多？何时不能分辨出群集形式？并持续观察到血压恢复至正常为止。 （7）双重结扎减压神经上的备用线，在结扎线间剪断减压神经，分别在中枢端和外周 端记录神经放电，有何不同？ 【注意事项】 1.减压神经标本应注意防止干燥和保温，勿伤及血管，保持标本新鲜，若电压降低，可将引导电极向外周端（近心）移动。 2.连接血压换能器，经放大后输入到微机，则可在显示器上同时观察到减压神经放电和 血压波动两种信号。 【思考题】 1.减压神经放电与动脉血压有何关系？ 2.引导获得的减压神经放电的电压幅值是多少，为什么它远比神经纤维动作电位的实际 数值要小？ 3.根据本实验结果，证明减压神经是传出神经还是传入神经？ 实验 17 心血管活动的神经体液调节 【目的和原理】 心脏和血管的活动受神经、 体液和自身调节机制的调节。 神经调节是指中枢神经系统通过反 射调节心血管的活动， 各种内外感受器的传入信息进入心血管中枢后， 经过中枢的整合处理， 改变了交感和副交感传出神经的紧张性活动， 进而改变心输出量和外周阻力， 使动脉血压得 到调节。支配心脏的交感神经兴奋时，末梢释放去甲肾上腺素(NE)，激活心肌膜上的 ?1 受 体，使心率加快，心肌收缩力加强，心内兴奋传导加速，从而使心输出量增加；支配心脏的 迷走神经兴奋时未稍释放乙酰胆碱(Ach)，激活心肌膜上的 M 受体，引起心率减慢，心房肌 收缩力减弱，房室间传导速度减慢，从而使心输出量减少。支配血管的植物神经主要是交感 缩血管神经， 它兴奋时末梢释放的去甲肾上腺素与血管平滑肌细胞膜上的受体结合， 使平滑 肌收缩，血管口径变小，外周阻力增大，同时由于容量血管收缩，促进静脉回流，心输出量 亦增加。 心血管的活动还受到许多体液因素的调节。肾上腺素(epinephrine)和去甲肾上腺素是其 中两种主要的调节因素，肾上腺素对α 和β 受体都有激动作用，可使心跳加快加强，心输出 量增加； 它对血管的影响要看作用的血管壁上哪一类受体占优势， 一般来说， 在整体情况下， 小剂量肾上腺素主要引起体内血液重分配， 对总外周阻力影响不大， 但大剂量的肾上腺素亦 可使外周阻力明显升高。 去甲肾上腺素主要激活α 受体， 所以其作用主要是引起外周血管广 泛收缩，通过增加外周阻力而使动脉血压升高，对心脏的直接作用较小，而且在外源性给予 时常因明显的升压作用而引起反射性心率下降。 本实验以动脉血压为指标，观察整体情况下一些神经体液因素对心血管活动的调节。 【实验材料】 家兔；信号处理系统、血压换能器、塑料动脉插管、活动双凹夹、试管夹、铁支架、三通管、 双极保护电极、兔手术台、哺乳动物手术器械、注射器（lm1，2m1，10m1） 、有色丝线、 纱布、脱脂棉；20%氨基甲酸乙酯、0.5%肝素生理盐水、NS、1:10 000 去甲肾上腺素、1： 10 000 肾上腺素、1:10 000 乙酰胆碱。 【实验步骤】 1.仪器装置 （1）血压换能器 将血压换能器头端的两个小管分别与三通管连接，其中一个三通管 连接塑料动脉插管，旋动三通管的旋柄，使换能器腔通过动脉插管与大气相通；用注射器将 肝素生理盐水通过另一三通管缓慢注入换能器和动脉插管内， 将换能器和动脉插管内的空气 排尽，随即旋动旋柄，将该三通管关闭（注意：注入肝素生理盐水前应保证换能器通过动脉 插管与大气相通，否则注入肝素生理盐水时将会使换能器内压力剧升而损坏换能器） 。然后 将换能器的输出线接至前置放大器压力通道的输入接口。 （2）打开微机 SMUP-PC 系统，选择“心血管活动的神经体液调节”项目。扫描速度 约 2s/div～5s/div， 必要时可根据波形进行调节。 刺激的推荐参数： 刺激减压神经电压 5～10v、刺激频率 20～50Hz、 脉冲宽度 0.2ms、刺激时间 3～5s；刺激迷走神经 电压 10～20V、刺 激频率 20～100Hz、脉冲宽度 0.2ms 、刺激时间 3～5s。 2.手术 （1）麻醉 动物称重后，用 20%氨基酸乙酯 5ml/Kg 由兔耳缘静脉缓慢注入，注射过程 中注意观察动物肌张力、呼吸频率及角膜反射的变化，防止麻醉过深。麻醉完后可用一动脉 夹将针头固定，保留在耳缘静脉内，针头内抽入一根针灸毫针以防止出血和针头内凝血，实 验中每次注射药物时，拨出毫针即可进行注射，以避免多次静脉穿刺。 （2）动物固定 将麻醉好的动物仰卧位固定于兔手术台上。颈部放正，必要时可在颈部 下方垫一小垫（或 10～20ml 注射器） ，将颈部垫高，以利于手术。图 17 颈部血管神经分离 （3）分离颈部血管和神经 颈部剪毛，作长 5～7cm 的正中切口，分离皮下组织和浅层肌 肉后，沿纵行的气管前肌和胸锁乳突肌间钝性分离，将胸锁乳突肌向外侧分开，即可见到深 层位于气管旁的血管神经丛，仔细辨认并小心分离左侧的迷走神经和减压神经（图 17） ，下 穿不同颜色的湿丝线备用。然后分离双侧颈总动脉，穿线备用。 （4）动脉插管 分离右侧颈总动脉 2～3cm（尽量向头端分离） ，近心端用动脉夹夹闭， 远心端用线扎牢， 在结扎处的近端剪一斜口， 向心脏方向插入已注满肝素盐水的动脉插管 （注 意管内不应有气泡） ，用线将插管与动脉扎紧。放开动脉夹，记录动脉血压。按下储存按钮， 各实验项目注意打“标记” 。 【结果整理及分析】 1.正常血压曲线 动脉血压随心室的收缩和舒张而变化，心室收缩时血压上升，心室舒张 时血压在下降，这种血压随心动周期的波动称之“一级波” （心搏波） ，其频率与心率一致。 此外可见动脉血压亦随呼吸而变化， 吸气时血压先是下降， 继则上升， 呼气时血压先是上升， 继则下降，这种波动则为“二级波” （呼吸波） ，其频率与呼吸频率一致。有时还可见到一种 低频率（几次到几十次呼吸为一周期）的缓慢波动，称为“三级波” ，可能与心血管中枢的 紧张性周期有关。 2.牵拉颈总动脉 手持右侧颈总动脉远心端的结扎线，向心脏方向轻轻拉紧，然后做有 节奏的往复牵拉（约 2～5 次／秒） ，持续 5～10s，观察血压变化。 3.夹闭颈总动脉 用动脉夹夹闭左侧颈总动脉 6～10s，观察血压变化。以上两项结果说明什 么？ 4.刺激减压神经 先用双极保护电极刺激完整的左侧减压神经，观察血压变化（此时血 压如不下降， 应检查刺激器是否有输出或所刺激的是否为减压神经） 然后在神经游离段 。 （应 有 1.5～2cm 长）的中部做双重结扎，在两结扎线的中间剪断减压神经，以同样的刺激参数 分别刺激其中枢端和外周端，观察血压变化。此项结果说明什么问题？ 5.刺激迷走神经 结扎并剪断左侧迷走神经，刺激其外周端，观察血压变化。 6.静脉注射去甲肾上腺素 由耳缘静脉注射 1:10 000 去甲肾上腺素 0.2～0.3 ml，观察血压变化。 7.静脉注射肾上腺素 由耳缘静脉注射 1:10000 肾上腺素 0.2～0.3 ml，观察血压变化。 8.静脉注射乙酰胆碱 由耳缘静脉注射 1:10 000 乙酰胆碱 0.2～0.3 ml，观察血压变化。 【注意事项】 1.每项实验后，应等血压基本恢复并稳定后再进行下一项。 2.每次注射药物后，应立即注射 0.5ml 左右生理盐水，以防止药液残留在针头内及局部 静脉中，影响下一种药物的效应。 【思考题】 1.试述减压神经在血压调节中的作用。 2.肾上腺素和去甲肾上腺素的作用有何不同？为什么？ 实验 18 胸内压的测量和气胸的观察 【目的和原理】 平静呼吸时，胸膜腔内的压力（胸内压）(intrathoracic pressure)虽随呼气和吸气而升降，但 始终低于大气压，称为胸内负压。若紧闭声门而用力呼气，在肺内压远高于大气压时，则胸 内压可高于大气压而呈正压。 倘因创伤或其他原因使胸膜腔与大气相通， 因外界空气进入胸 腔形成气胸(pneumothorax)，此时胸内压便和大气压相等，不再呈现负压，肺亦随之萎缩。 本实验的目的在于学习测定胸内压的方法，并观察影响胸内压变化的因素。 【实验材料】 兔；兔手术台、哺乳动物手术器械一套、二道记录仪、血压换能器、张力换能器、铁支架、 小滑轮、胸内套管（或粗的穿刺针头） 、气管套管、50 厘米长橡皮管一条、20 毫升注射器； 20％氨基甲酸乙酯。图 18 平静呼吸时胸内压和呼吸运动曲线 【实验步骤】 1.手术及实验装置 自兔耳缘静脉注入 20％氨基甲酸乙酯（5ml/kg 体重） ，待兔麻醉后 仰位固定于兔台上。剪去颈部、右侧胸部和剑突部位的毛。在颈部正中线切开皮肤，分离出 气管，插好气管套管。气管套管两侧管各连接一 3cm 长的橡皮管。切开胸骨下端剑突部位 的皮肤，沿腹白线向下切开 2cm 左右，打开腹腔，用记录呼吸曲线的方法描记呼吸运动（手 术操作与仪器连接方法见“呼吸运动的调节”。 ） 将胸内套管（或穿刺针头）尾端的塑料管连至血压换能器（换能器的腔内不充灌生理盐 水） ，换能器的输入线连至二道仪的血压放大器的输入端，灵敏度采用 5mmHg／cm，此时 记录笔尖每移动 1cm，相当于 5mmHg 的压力变化，走纸速度 1～5mm/s。换能器腔经胸内 套管与大气相通， 此时记录笔尖所指的压力高度与大气压相等， 可将记录笔尖调整在中央适 当位置，作为零位线。 在兔右腋前线第 4～5 肋骨之间作一长约 2cm 的切口，再将表层肌肉在插入点处用止血 钳稍稍分离， 经此点将胸内套管快速插入胸腔内， 则可看到记录描笔的笔尖偏零位线向下移位，而后随呼吸运动升高和降低（曲线见图 18） ，说明已插入胸膜腔内，旋动套管螺旋将胸 内套管固定于胸壁。如用穿刺针头，无需分离表层肌肉，将穿刺针头沿下位肋骨上缘插入， 看到上述变化后，要用胶布将针尾固定在胸部皮肤上，防止针头的移位或滑脱。 【结果整理及分析】 1.平静呼吸时的胸内压 以 1～2.5mm/s 的走纸速度，记录平静呼吸运动 l～3 分钟。而 后将走纸速度改为 5mm／s，记录一段呼吸运动，大致以每厘米纸画出一个呼吸周期为宜。 如呼吸频率较快，可改为 10mm/s 走纸速度，对照胸内压曲线，比较吸气时和呼气时的胸内 压，读出胸内压数值（mmHg 数乘以 1.36 即为 cmH2O 数） 。 2.加强呼吸运动的效应 将气管套管一侧短橡皮管夹闭，另一侧与连接长橡皮管的玻 璃管连接，增大无效腔，使呼吸运动加深加快。观察并记录深呼吸时的胸内压数值，此时的 胸内压与平静呼吸时的胸内压有何异同。 3.憋气的效应 在吸气末和呼气末，分别堵塞或夹闭气管插管两侧管。此时动物虽用力 呼吸，但不能呼出肺内气体或吸入外界气体，处于用力憋气状态。观察此时胸内压变动的最 大幅度，胸内压可否高于大气压？ 4.气胸 扩大上腹部切口，将腹腔内脏下推，可观察到膈肌运动。然后沿第 7 肋骨的 上缘切开皮肤，用止血钳分离切断肋间肌，造成一约 1cm 长的创口，使胸膜腔与大气相通， 引起气胸。 观察胸内压是否仍低于大气压并随呼吸而升降？肺组织是否萎缩？用手术刀扩大 创口并剪去 5～6cm 长的一段肋骨，此时胸内压又有何改变？ 【注意事项】 1.插胸内套管时，切口不宜过大，动作要迅速，以免空气漏入胸膜腔过多。 2.用穿刺针时，不要插的过猛过深，以免刺破肺组织和血管，形成气胸和出血过多。 3.形成气胸后可迅速封闭漏气的创口，用注射器抽出胸膜腔内的气体，此时胸内压可重 新呈现负压。 【思考题】 1.分析胸内压的形成机制。 2.分析各项实验结果。 3.平静呼吸时，胸内压为何始终低于大气压？在什么情况下胸内压可高于大气压？ 实验 19 呼吸运动的调节 【目的和原理】 呼吸运动(respiratory movement)能够经常有节律(rhythm)地进行， 能适应机体代谢的需要， 是 由于体内呼吸中枢(respiratory center)调节的缘故。体内、外各种刺激可以作用于中枢或通过 不同的感受器反射性地影响呼吸运动。本实验的目的是观察某些因素对呼吸运动的影响。 【实验材料】 家兔；信号处理系统或二道记录仪、四路放大器、马利氏气鼓、张力换能器、哺乳类动物手 术器械一套、兔手术台、气管插管，注射器（20ml，5ml 各一） 、50cm 长的橡皮管一条、纱 布、线、球囊二个、保护电极；生理盐水、20％氨基甲酸乙酯、3％乳酸、CO2 气、纯氮气。 【实验步骤】 1.用 20％氨基甲酸乙酯（5ml／kg 体重）由耳缘静脉注入，待动物麻醉后仰卧固定手术 台上。沿颈部正中切开皮肤，分离气管，并插入气管插管。分离出颈部双侧迷走神经、穿线 备用。 2.记录呼吸运动 将描记气鼓上的橡皮管和气管插管一侧开口连接， 调整插管另一侧短 橡皮管口径，使气鼓薄膜波动振幅大小适当。在气鼓的薄膜鼓面中心，缚一根细线悬挂在张 力换能器的悬梁臂上，换能器连接到四路放大器的压力输入端，进行信号放大和记录。记录装置如图 19 所示。打开 SMUP-PC 信号处理系统主界面，选择实验程序，调节参数并进入 记录状态。生理记录仪的参数可采用：灵敏度 5mv／cm；滤波 10Hz；直流输入； 时间标记 10ms，扫描速度 2s/div～4s/div。图 19 呼吸运动的记录装置 【结果整理及分析】 1.描记正常呼吸曲线以做对照，认清曲线与呼吸运动的关系。 2.增加吸入气中 CO2 浓度，将装有 CO2 的球囊管口对准侧口，将管上的夹子逐渐松开， 使 CO2 气流不宜过急地随吸气进入气管。 此时观察高浓度 CO2 对呼吸运动的影响。 夹闭 CO2 球囊，观察呼吸恢复正常的过程。 3.缺 02 将气管插管的侧管与盛有纯氮气的球囊相连，让动物呼吸球囊中的氮气，以达 逐渐缺氧的目的，待其恢复正常再进行下项观察。 4.增大无效腔 把 50cm 长的橡皮管用小玻璃管连接在侧管上， 家兔通过这根长管进行呼 吸， 观察经一段时间后呼吸运动有何变化， 呼吸发生明显变化后去掉橡皮管， 使其恢复正常。 5.血中酸性物质增多时的效应 用 5ml 注射器，由耳缘静脉较快地注入 3%的乳酸 2ml， 观察此时呼吸运动的变化过程。 6.迷走神经在呼吸运动中的作用 描记一段对照呼吸曲线，先切断一侧迷走神经，观察 呼吸运动有何变化，再切断另一侧迷走神经，观察呼吸运动有何变化。然后以不同刺激强度 刺激一侧迷走神经的向中枢端，再观察呼吸运动的变化。 【注意事项】 1.气管插管时，剪口后，插管前一定注意对气管进行止血和气管内清理干净再行插管。 2.经耳缘静脉注射乳酸时，要选择静脉远端，注意不要刺穿静脉，以免乳酸外漏，引起动物 躁动。 3.用保护电极刺激迷走神经向中枢端之前一定先检查刺激器的输出。 4.气管插管侧管的夹子在实验全过程中不得更动，以便做呼吸振幅前后比较。 【思考题】 1.分析各项实验结果。缺 02、CO2 及乳酸增多时对呼吸的影响机制有何不同？ 2.迷走神经在节律性呼吸运动中起何作用？ 实验 20 膈神经放电 【目的和原理】 节律性呼吸(rhythmic respiration)运动是呼吸中枢节律性活动的反映。 呼吸中枢的节律性活动 通过支配呼吸肌的膈神经(phrenic nerve)和肋间神经（传出神经）引起膈肌和肋间肌（效应 器）的节律性舒缩活动，从而引起节律性呼吸运动。本实验的目的是用电生理方法观察和记 录家兔在体膈神经传出冲动发放，借以加深对呼吸节律(respiratory rhythm)来源的认识。 【实验材料】兔；信号处理系统、示波器、前置放大器、监听器、哺乳类动物手术器材一套、引导电极及 固定架、注射器（ 30ml、20ml、lml） 、装有 CO2 的气囊、玻璃分针；20％氨基甲酸乙酯、 生理盐水和医用液体石蜡加温至 38～40℃、尼可刹米注射液。 【实验步骤】 1.仪器调试 （1）前置放大器 增益：×1O00，高频滤波：10KHz，时间常数：0.01～0.001s。 （2）示波器 灵敏度：调节整机灵敏度为 500～200μv/cm，输入选择：AC 双端输入，扫描 速度：0.5～0.2S／cm。如使用信号处理系统，打开主机电源和四路放大器电源，点击显示 屏快捷方式进实验主界面，选定实验的各项参数，进入信号记忆状态。 2.仪器连接：同“减压神经放电” ，如有呼吸换能装置，可将换能器输出由 Y 下线 DC 输入。 3.麻醉和固定 用 20％氨基甲酸乙酯（5ml／kg）从兔耳缘静脉注射,待麻醉后，背位固 定于兔台上。 4.手术 （1）剪去颈部兔毛，自胸骨上端向头部作一正中切口，约 10cm。分离皮下组织肌肉， 找到气管，并作气管插管术。 （2）分离并拉开颈部软组织，可在脊柱腹外侧看到颈椎发出的第 3、4、5 颈神经，自 颈椎斜向外侧。于甲状软骨下 1～2cm 处是第 3 颈神经。在颈椎旁的肌肉上便可见一细的垂 直下行的膈神经。 膈神经由第 4、 颈神经的腹支汇合成， 5 在颈部下 1／5 处与臂丛 （由颈 5～ 8 神经的腹支、胸 1 神经腹支汇合而成）交叉，在斜方肌的腹缘进入胸腔。用玻璃分针在臂 丛上方分离膈神经 2cm 左右，穿线置外周端备用。 （3）分离两侧迷走神经并穿线备用。 （4）颈部一侧皮肤接地。借助于 U 型架作好皮兜，并注入 38℃液体石蜡保温，防止神 经干燥。用玻璃分针将膈神经放至引导电极上。注意神经不可牵拉过紧，引导电极应悬空， 不要触及周围组织。 【结果整理及分析】 1. 观察正常呼吸运动与膈神经放电关系。注意膈神经放电形式（如图 20）及其通过监 听器所发出声音的特点。图 20 膈神经放电 2.吸入气中 CO2 浓度增加对膈神经放电的影响 将 CO2 气囊上的注射器针头插入气管 插管内，打开 CO2 气囊上的螺旋夹，气囊加压，使 CO2 冲入气管内。观察膈神经放电和呼 吸运动的变化。 3.由兔耳缘静脉注入稀释的尼可刹米 1ml（内含 50mg） ，观察膈神经放电和呼吸运动的 变化。 4.肺牵张反射时膈神经放电的观察 ①于气管套管的一个侧管上，借细橡皮管连以 30ml 注射器，观察一段呼吸运动。看准 在吸气相之末， 先将气管套管的另一侧管堵塞， 然后立即将注射器内事先装好的空气约 20ml 迅速注入肺内， 使肺维持在扩张状态。 观察呼吸状态和膈神经放电有何变化？当呼吸运动恢 复后， 开放堵塞口。休息片刻，待呼吸运动平稳后，于呼气相之末，再堵塞套管的另一侧管。用注射器抽取肺内气体约 15～20ml，使肺维持在萎陷状态。观察呼吸运动和膈神经放电的 变化？当呼吸运动恢复后，开放堵塞口。以上观察可反复进行几次。 ②切断一侧迷走神经， 观察膈神经放电有何变化？再切断另一侧迷走神经， 膈神经放电 又有何变化？在切断两侧迷走神经后， 重复上述向肺内注气或从肺内抽气试验。 观察呼吸运 动及膈神经放电有否改变。 【注意事项】 1.分离膈神经，动作要轻柔。神经分离要干净，不能有血和组织粘着在神经上。每项试 验做完后，待神经放电和呼吸运动恢复正常后，方可继续下步试验，即要有前后对照。 2.膈神经放电的观察系指其群集放电的频率、振幅。呼吸运动的观察是指它的频率和深 度。 3.如气温暖和，可不作皮兜。可改用温液体石蜡棉条覆盖在神经上。 4.用注射器自肺内抽气时，切勿过多，以免引起动物死亡。 【思考题】 1. 试描述膈神经放电的形式。与减压神经放电形式比较，有何不同？ 2. 解释每项试验结果。 实验 21 消化道平滑肌的生理特性 【目的和原理】 消化道平滑肌(digestive tract smooth muscle)具有自动节律性(automaticity)，较大的伸展性， 对化学物质、 温度改变及牵张刺激较为敏感等生理特性。 本实验目的在于观察哺乳类动物胃 肠平滑肌的一般特性，学习一种哺乳类动物离体器官灌流(in vitro orgen perfusion)的方法。 【实验材料】 兔；麦氏浴槽或恒温浴槽、信号处理系统、张力换能器（量程为 30?50 克以上） 、万能 支架、万能杠杆、铜棒、大铁夹、双凹夹 2 个、球胆、螺旋夹、酒精灯、火柴、温度计、烧 杯；台氏液、1:10,000 肾上腺素、1:100,000 乙酰胆碱、1:1,000 匹罗卡品、1mol/L NaOH、 1mol/L HCl。图 21 实验装置示意图 【实验步骤】 1.恒温平滑肌槽 恒温平滑肌槽是自供液式， 恒温工作点定在 38℃左右。 使用前应先将 肌槽刷洗干净，注意不要弄湿底座，以免引起短路，浴锅中充满蒸馏水或自来水，向灌流浴 槽内加台氏液至浴槽高度的 2／3 处，实验时每次加台氏液均以此高度为参考水平。 2.制备标本 用木槌击兔头枕部致昏，迅速剖开腹腔，找出胃与十二指肠交界处用线结 扎， 在结扎线近胃侧剪断小肠， 将与肠管相连的肠系膜沿肠管剪开， 立即取出长约 20～30cm 的肠管。 把离体的肠段置于 4℃左右的台氏液中轻轻漂洗， 将肠管分成数段， 每段长 2～3cm，用线结扎其一端，另一端通过一个钩（可用大头针弯成）钩在灌流浴槽的标本固定钩上，将 结扎线的一端与万能杠杆的短臂或张力换能器相连（图 21） ，将信号处理系统，点击屏幕上 快捷方式，打开相应实验程序，自动连续扫描，速度 2s/div? 5s/div；灵敏度：0.1?0.2mv/cm， 自动记忆测量方式。肠段勿牵拉过紧或过松。此相连的线必须垂直，且不得与浴槽的管壁、 通气塑料管和温度计接触，以免磨擦振荡而影响实验结果。 3.充满氧气的球胆与塑料管相连供应氧气，此塑料管经浴槽的侧管插入灌流浴槽底部， 调节螺旋夹以控制气流量（以通气管的气泡一个个的逸出为宜） 。 4.记录 若用二道仪进行描记， 所用的前置放大部分选用 “DC” 灵敏度 ， “2～5mV/cm” ， 滤波“10Hz” ，纸速“0.5mm／s” ，以刚能清晰辨认收缩曲线为宜。现大多数实验室用信号 处理系统，使用合适参数记录小肠平滑肌的活动过程，操作方便，结果更可靠，分析记录、 储存的过程也节约时间。 【结果整理及分析】 观察小肠平滑肌收缩曲线的节律、波形、频率和幅度。注意收缩线的基线升高，表示小肠平 滑肌紧张性升高；相反，收缩曲线的基线下降，表示紧张性降低。 1.于室温下观察小肠平滑肌的收缩情况。 2.启动恒温浴槽的电源开关或用酒精灯加热麦氏浴槽的台氏液的温度至 38℃， 观察收缩 曲线的改变。以下各项均在 38℃条件下进行。 3.向灌流浴槽的台氏液中加 1:100,000 乙酰胆碱溶液 2 滴，记录肠段的反应。在观察到 明显效应后，立即放出含有乙酰胆碱的台氏液，再用 38℃台氏液冲洗 2 次，换上新鲜台氏 液，使肠段活动恢复正常。 4.加入 1:10,000 肾上腺素 2 滴，记录肠段的反应。在观察到明显效应后，再用 38℃台氏 液冲洗 2 次，换上新鲜台氏液，使肠段活动恢复正常。 5.加入 1：1,000 匹罗卡品 2 滴，记录肠段的反应。在观察到明显效应后，再用 38℃台 氏液冲洗 2 次，换上新鲜台氏液，使肠段活动恢复正常。 6.加入 1mol/L HCl 2 滴， 记录肠段的反应。 冲洗换上新鲜台氏液， 使肠段活动恢复正常。 7.加入 1mol/L NaOH 2 滴，记录肠段的反应。冲洗换上新鲜台氏液，使肠段活动恢复正 常。 8.整理实验记录，将结果填入表 1 并逐一加以解释。 表 1 兔离体小肠平滑肌特性 观 察 项 目 紧张性 收缩频率 收缩幅度 1.室温台氏液 2.38℃台氏液 3.1:100,000 乙酰胆碱 4.1:10,000 肾上腺素 5.1:1000 匹罗卡品 6. 1mol/L HCl 7. 1mol/L NaOH 注：表中 1～7 项内容均为在正常台氏液浸浴条件下进行的实验 【注意事项】 1.加药以前，应先准备好更换用 38℃的台氏液。 2.上述各药液加入的量系参考数据，效果不明显者可以补加，但切不可一次加药过多。 3.每次实验效果明显后，立即更换浴槽内的台氏液，冲洗 2～3 次，以免平滑肌出现不 可逆反应。 4.浴槽内温度应保持在 38℃，不能过高或过低。【思考题】 1.试比较维持哺乳动物离体小肠平滑肌活动和维持离体蛙心活动所需的条件有何不同， 为什么？ 2.在平滑肌灌流液中增加钾离子浓度，会产生什么效果？为什么？ 实验 22 胃肠运动的观察 【目的和原理】 胃肠道平滑肌(gastrointestinal tract smooth muscle)具有自发运动(automatic movement)的特 性，在整体情况下，此运动受神经、体液以及其它因素的影响。本实验将观察正常情况下家 兔在体胃、小肠的运动形式，以及分析神经、体液因素对其活动的影响。 【实验材料】 兔；哺乳动物手术器械、手术台、电刺激器、刺激电极、保护电极、20ml 注射器、1ml 注 射器、玻璃分针；20％乌拉坦、1:10 000 乙酰胆碱、1:10 000 肾上腺素、阿托品注射液、新 斯的明注射液。 【实验步骤】 1.麻醉、 固定 将家兔用 20％乌拉坦浅麻醉， 剂量一般低于 1g/kg， 背位固定于手术台上。 2.颈部手术 常规颈部手术，分离一侧颈部迷走神经，穿线备用。 3.腹部手术 将腹部毛剪净，从胸骨剑突下沿腹中线剖开腹壁，长约 10 厘米。用止血 钳将腹壁夹住，轻轻提起，腹腔内液体和器官即不会流出。为防止热量散失和干燥，切口周 围可用温热生理盐水纱布围裹。 【结果整理及分析】 1.正常情况下的胃肠运动 注意胃肠的紧张度和蠕动，以及小肠的分节运动。 2.刺激迷走神经 先将迷走神经结扎、剪断,用弱电流刺激迷走神经外周端 l～2min。刺 激参数： 波宽 0.2ms， 频率 20Hz， 强度适当 6?12v （以刺激切口处腹肌可引起轻度收缩为度） 。 再观察胃肠的运动变化。 3.耳缘静脉注射 0.5ml 肾上腺素溶液 （1:10,000） 观察胃的蠕动和小肠的活动有何变化。 ， 4.耳缘静脉注射 0.5ml 乙酰胆碱溶液( 1:10,000） ，观察胃的蠕动和小肠的活动有何变化。 5.耳缘静脉注射新斯的明 0.2～0.3ml，注意胃及肠管的张力和颜色变化。 6.耳缘静脉注射阿托品 2ml，观察胃肠运动有何变化。再刺激迷走神经外周端，观察胃 肠运动有无加强，并解释其原因。 【注意事项】 1.为了较好地观察蠕动和分节运动，实验前两小时要给动物喂食。 2.实验过程中应注意腹腔内脏器的保温。 3.注射肾上腺素和乙酰胆碱不宜过多，否则会引起动物死亡。 【思考题】 1.正常情况下胃肠运动有哪些形式？ 2.胃肠运动的神经调节机制。 3.分析实验过程中所出现的现象及产生原因。 实验 23 基础代谢测定 【目的和原理】 基础代谢(basal metabolism)是指人体在清醒而安静的状态下，不受肌肉运动、环境温度、食 物特殊动力作用及精神紧张等因素影响时的能量代谢， 为了对比不同个体代谢的差异， 通常 以基础代谢率（basal metabolic rate,BMR）表示之，其单位为千卡／小时／平方米体表面积或 KJ/m2h。 基础代谢的测定，通常采用间接测热法(indirect calorimetry)，测定人体在单位时间内的 02 耗量，然后根据其呼吸商和氧热价，间接地推算出产热量。而 02 耗量的测定方式，又可分 开放式和闭合式两种。开式法收集和分析受测者的呼出气，与吸入气（空气）的成分进行比 较，从而计算其 02 耗量。闭式法则让受测者吸入密闭仪器（如基础代谢仪）中的 02，直接 从仪器上记录和读出单位时间内的 02 耗量。 本实验的目的为： 学习基础代谢仪的使用方法和原理； 并测定和了解正常人体的基础代 谢率。 【实验材料】 人；基础代谢仪（或改良式肺量计） 、鼻夹、橡皮接口、秒表、温度计、气压计、身高 体重计、诊察床；钠石灰、75％酒精、氧气。图 23-1 基础代谢仪的结构和耗氧量的测定 【测定步骤】 l.基础代谢仪的结构 基础代谢仪的式样很多，其构造的基本原理都是在密闭的仪器内 充满 O2，用以测定受试者在一定时间内的耗 O2 量，或消耗一定容积 O2 所需的时间。至于 受试者呼出的 CO2，则被仪器中的 CO2 吸收剂（钠石灰或 KOH 等）所吸收。因此仪器内气 体减少的容积，即代表被消耗的 O2 容积。 常用的基础代谢仪有 Krogh 式、Beuedict―Roth 式等。Beuedict―Roth 改良式肺量计可 兼测基础代谢用， 已在前面关于人体肺通气功能测定的实验中介绍过； 现简要地介绍基础代 谢仪结构 （见图 23-1 右） 它主要由一个长方形的水槽和浮箱组成。 。 浮箱用铝等轻金属制成， 其尾端安放在水槽的锥形支点上，可以活动自如，磨擦力很小；并有重锤平衡其重量，以减 轻呼吸时的阻力。浮箱的头端可在水槽中升降，呼气时升起，吸气时则下沉，升降的幅度可 通过浮箱头端的描记笔，在仪器专用的记纹鼓（或活动记录板）上进行记录。浮箱每升降 1 厘米时箱内气体容积（升）的改变，在仪器出厂时都经过校验，并将此容积折算系数（厘米 ／升）标明在仪器（或将标示容积的横格印在专用的记录纸上） 。仪器的侧面有两根较粗的 进气管和出气管：进气管口与呼气活瓣相连，管的另一端则通至水槽中钠石灰筐的底下，呼 出气经筐底金属网的筛孔上行时，所含 CO2 和水汽即被钠石灰吸收；出气管口则与吸气活 瓣相连，受试者即由此吸入仪器中的 O2。出气管上插有温度计以标示仪器中气体的温度。 仪器侧面还有一较细的充氧管，管口有可启闭的阀门，用橡皮管连至氧气瓶。 2.基础代谢的测定 （1）预先约定一名同学受试者，最好在上午或清晨进行，实验当天勿进早餐，使测定 时间距离上一次进餐时间在 12 小时以上；测定前受试者应先静卧半小时，使肌肉放松；精 神上也应力求宁静；测定时的}